Coloration Ziehl-Neelsen

Mycobacterium tuberculosis visualisé avec une coloration de ziehl-neelsen

Qu'est-ce que la tache de Ziehl-Neelsen?

La Coloration Ziehl-Neelsen Dans une technique de coloration pour identifier les micro-organismes résistants à l'acide alcool (AAR). Le nom de cette procédure de microbiologie fait référence à ses auteurs: le bactériologiste Franz Ziehl et le pathologiste Friedrich Neelsen.

Cette technique est un type de couleur différentielle, ce qui implique l'utilisation de différents colorants afin de créer un contraste entre les structures souhaitées pour observer, différencier et par la suite identifier. La coloration de Ziehl-Neelsen sert à identifier certains types de micro-organismes.

Certains de ces micro-organismes sont des mycobactéries (par exemple, Mycobacterium tuberculosis), Nocardias (par exemple, Nocardia sp.) et quelques parasites unicellulaires (par exemple, Cryptosporidium parvum). Beaucoup de bactéries peuvent être classées par une technique commune appelée coloration à Gram.

Cependant, certains groupes bactériens nécessitent d'autres méthodes pour les identifier. Des techniques telles que la coloration Ziehl-Neelsen nécessitent des combinaisons de chaleur avec de la chaleur pour réparer la première à la paroi cellulaire.

Vient ensuite un processus de décoloration qui permet d'obtenir deux résultats: résistance ou sensibilité à l'acide et à la décoloration des alcools.

Base

Le fondement de cette technique de coloration est basé sur les propriétés de la paroi cellulaire de ces micro-organismes. La paroi est formée par un type d'acides gras appelés acides mycoliques; Ceux-ci se caractérisent par la présentation de très longues chaînes.

Lorsque les acides gras ont des structures très longues, celles-ci peuvent conserver les colorants plus facilement. Certains genres de bactéries sont très difficiles à teindre par coloration à gram.

Dans la coloration Ziehl-Neelsen, le composé phénolique de Fuchsin Carbol est utilisé, un colorant de base. Cela a la capacité d'interagir avec les acides gras de la paroi cellulaire, qui est de la texture de Cerosa à température ambiante.

Peut vous servir: monosaccharides

La coloration avec du carbol fuchsin est améliorée en présence de chaleur, car la cire fond et les molécules de coloration se déplacent plus rapidement dans la paroi cellulaire.

L'acide utilisé plus tard sert à décolorer les cellules qui n'étaient pas teuses car leur paroi n'était pas liée au colorant; Par conséquent, la force de l'acide acide est capable d'éliminer le colorant acide. Les cellules qui résistent à cette décoloration sont appelées résistantes à l'acide.

Colorant secondaire

Après la décoloration de l'échantillon, cela contraste avec un autre colorant appelé colorant secondaire. Le bleu musttileo ou le vert malachite est généralement utilisé.

Le colorant secondaire tache le matériau de fond et, par conséquent, crée un contraste avec les structures teirées dans la première étape. Seules les cellules décolorées absorbent le deuxième colorant (contre-tinction) et prennent leur couleur, tandis que les cellules résistantes à l'acide conservent la couleur rouge.

Cette procédure est fréquemment utilisée pour l'identification de Mycobacterium tuberculosis et Mycobacterium leprae, qui sont appelés bacilles d'acide résistant à l'acide.

Réactifs

Colorant primaire

0,3% de fuchsin carbol est utilisé (filtré). Ce colorant est préparé à partir d'un mélange d'alcools: éthanol phénol (90%) ou méthanol (95%), et dans ce mélange 3 grammes de fuchsin de base.

Solution de découverte

Dans cette étape, vous pouvez utiliser 3% de solutions d'acide alcool ou 25% d'acide sulfurique.

Coloration secondaire (contre-cols)

Le colorant le plus utilisé pour contraster dans les échantillons est généralement de 0,3% de bleu de méthylène. Cependant, d'autres peuvent également être utilisés, comme 0,5% de malachite vert.

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Technique

Nématode affiché avec ziehl-neelsen

Procédure de coloration à l'acide

Préparer un frottis bactérien

Cette préparation se fait sur une diapositive propre et sèche, après les précautions de stérilité.

FROVIS DRÉGING

Laisser sécher le frottis à température ambiante.

Chauffer l'échantillon

L'échantillon doit être chauffé en appliquant le feu sur la diapositive ci-dessous. Une fixation avec de l'alcool peut être faite lorsque l'odeur ne s'est pas préparée avec des expectorations (traitées avec de l'hypochlorite de sodium pour le blanchir) et si elle ne sera pas teinte immédiatement.

M. tuberculose est éliminé avec de l'eau de Javel et pendant le processus de coloration. La thermofixation des expectorations non traitées ne tuera pas M. tuberculose, Alors que la fixation de l'alcool est un bactéricide.

Couvrir la tache

La tache est recouverte de la solution de carbol fuchsin (coloration de base primaire).

Chauffer la tache

Ceci est fait pendant 5 minutes. Vous devez remarquer un détachement de vapeur (environ 60 ° C). Il est important de ne pas surchauffer et d'éviter de brûler l'échantillon.

En ce qui concerne le chauffage de la tache, vous devez être très prudent lors du chauffage du carbol fuchsin, surtout si la coloration est effectuée sur un plateau ou un autre récipient dans lequel des produits chimiques très inflammables ont été collectés à partir de la coloration précédente précédente.

Seule une petite flamme doit être appliquée sous les lames à l'aide d'un éclairage d'écouvillon précédemment humidifié avec quelques gouttes d'alcool acide, de méthanol ou de 70% d'éthanol. Évitez d'utiliser un grand écouvillon trempé dans de l'éthanol car c'est un risque de feu.

Laver la tache

Ce lavage doit être fait avec de l'eau propre. Si l'eau du robinet n'est pas propre, lavez le frottement avec de l'eau filtrée ou distillée, de préférence.

Couvrir le frottis d'alcool acide

Cet alcool acide doit être à 3%. La couverture est effectuée pendant 5 minutes ou jusqu'à ce que l'odeur soit suffisamment décolorée, c'est-à-dire le rose pâle.

Peut vous servir: épiblaste

Il faut tenir compte du fait que l'alcool acide est inflammable; Par conséquent, il doit être utilisé très soigneusement. Évitez d'être proche des sources d'allumage.

Laver la tache

Le lavage doit être avec de l'eau propre et distillée.

Couvrir le frottis de colorant

Il peut s'agir de coloration verte malachite (0,5%) ou de bleu de méthylène (0,3%) pendant 1 ou 2 minutes, en utilisant le temps plus fort si l'odeur est mince.

Laver la tache

L'eau propre (distillée) doit être réutilisée.

Pour drainer

L'arrière de la diapositive doit être nettoyé et la tache est placée sur une étagère de drainage, de sorte qu'elle sèche dans l'air (n'utilisez pas de papier absorbant pour le séchage).

Examiner le frottis au microscope

L'objectif de l'huile de 100x et d'immersion doit être utilisé. Scannez systématiquement le frottis et notez les observations pertinentes.

Interpréter les résultats

Théoriquement, les micro-organismes teints à partir d'une couleur rougeâtre sont considérés comme des acides d'alcool positif (AAR +).

Au contraire, si les micro-organismes sont teints en bleu ou en vert, selon le colorant utilisé comme contre-cols, ils sont considérés comme de l'acide résistant négatif (AAR-).

Les références

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